Оптимизация технологии клонального микроразмножения сортового и дикорастущего хмеля

Исследования проводили в 2024 г. с целью оптимизации этапа инициации первичной стерильной культуры и расширения in vitro коллекции хмеля обыкновенного (Humulus lupulus L.) методом клонального микроразмножения. Изучали влияние дезинфицирующих агентов (2 %-ный лизоформин-3000, 30 %-ный пероксид водорода) и углеводного состава среды Мурасиге-Скуга (от 10 до 40 г/л глюкозы или сахарозы) на эффективность обеззараживания и жизнеспособность первичных эксплантов 10 генотипов сортового и дикорастущего хмеля. Оценивали результативность пяти последовательных черенкований стерильных побегов в культуре in vitro. Использование 30 %-ного пероксида водорода обеспечивало увеличение выхода асептических эксплантов до 83,7 %, или на 21,1 %, в сравнении с обработкой исходного материала 2 %-ным лизоформином-3000. Доля пролиферирующих пазушных почек зависела от генотипа (коэффициент детерминации – 0,72) и варьировала от 60,2 до 100 %. Увеличение количества углеводов в питательной среде до 30…40 г/л стимулировало развитие инфекции, снижая результативность стерилизации и жизнеспособность микропобегов на 8…30 %, в сравнении с концентрациями 10…20 г/л. Культивирование эксплантов на среде, содержащей 20 г/л глюкозы, способствовало активному развитию существующих меристем и закладке новых узлов, обеспечивая в нулевом пассаже в среднем по генотипам формирование 1,4 черенка на побег, что в 2…7 раз превышало варианты с применением других доз сахаров. Коэффициент размножения образцов in vitro увеличивался последовательно от первого к пятому пассажу, достигая на заключительном этапе 8,0 черенков/побег. Преобладающий вклад в изменчивость признака вносил фактор «частота субкультивирования» – 84 %. У диких форм максимальный прирост средних значений происходил между вторым и третьим пассажами, составляя соответственно 2,6 и 5,8 черенков/побег. У культурных образцов признак стабилизировался на одно поколение позже (4,0 и 8,0 в третьем и четвертом пассаже соответственно).

1. Рыкова И. Н., Юрьева А. А., Мамонтов В. И. Состояние и перспективы развития отрасли хмелеводства в России // АПК: экономика, управление. 2024. № 3. С. 80–89. doi: 10.33305/243-80.

2. Афанасьева О. Г., Иванов Е. А., Макушев А. Е. Исследование мировой торговли хмелем и определение места России в товарообороте продукции // Аграрный вестник Урала. Спецвыпуск «Экономика». 2022. № S13. С. 2‒17. doi: 10.32417/1997-4868-2022-228-13-2-17.

3. Афанасьева О. Г., Макушев A. E., Иванов E. A. Проблемы и направления развития хмелеводства России // Экономика сельского хозяйства России. 2024. № 3. С. 94–99. doi: 10.32651/243-94.

4. Перспективы повышения эффективности хмелеводческого кластера Чувашской Республики / А. И. Захаров, О. В. Евграфов, А. Е. Макушев и др. // Вестник Марийского государственного университета. Серия Сельскохозяйственные науки. Экономические науки. 2018. Т. 4. № 2. С. 111–117. doi: 10.30914/2411-9687-2018-4-2-111-117.

5. Chemical and physical pre-treatments to improve in vitro seed germination of Humulus lupulus L., cv. Columbus / C. M. Liberatore, G. Mattion, M. Rodolfi, et al. // Scientia Horticulturae. 2018. Vol. 235. P. 86–94. URL: https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0304423818301614?via%3Dihub (дата обращения: 02.11.2024). doi: 10.1016/j.scienta.2018.02.07.

6. Leaf area and intermittent misting on hop plants propagation by stem cuttings / E. N. Gomes, M. P Machado, J. Miola, et al. // Revista Colombiana de Ciencias Horticolas. 2018. Vol. 12. No. 2. P. 508–513. URL: https://revistas.uptc.edu.co/index.php/ciencias_horticolas/article/view/7652 (дата обращения: 02.11.2024). doi: 10.17584/rcch.2018vl2i2.7652.

7. Vegetative propagation of hops (Humulus lupulus), effect of biostimulants, size and position of cuttings / L. H. M. Brighenti, S. Sautchuck, I. T. C. Malohlava, et al. // Revista de Ciencias Agroveterinarias. 2013. Vol. 22. No. 4. P. 554–562. doi: 10.5965/223811712242023554.

8. Davis T. J., Gomez M. I. The economic impact of hop stunt viroid and certified clean planting materials // Hortscience. 2021. Vol. 56. No. 12. P. 1471–1475. doi: 10.21273/HORTSCI15975-21.

9. Gatica-Arias A., Weber G. Genetic transformation of hop (Humulus lupulus L. cv. Tettnanger) by particle bombardment and plant regeneration using a temporary immersion system // In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant. 2013. Vol. 49. No. 6. P. 656–664. doi:10.1007/s11627-013-9574-0.

10. Trojak-Goluch A., Kawka M., Czarnecka D. The effects of explant source and hormone content on plant regeneration and induction of tetraploids in Humulus lupulus L. // In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant. 2015. Vol. 51. No. 1. P. 152–159. doi: 10.1007/s11627-014-9661-x.

11. Micropropagation and establishment of Humulus lupulus L. plantlets under field conditions at Southern Brazil / M. P. Machado, E. N Gomes, F. Francisco, et al. // Journal of Agricultural Science. 2018. Vol. 10. No. 7. P. 275–281. doi: 10.5539/jas.v10n7p275.

12. Clapa D., Harta M. Establishment of an efficient micropropagation system for Humulus lupulus L. cv. Cascade and confirmation of genetic uniformity of the regenerated plants through DNA markers // Agronomy. 2021. Vol. 11. No. 11. Article 2268. URL: https://www.mdpi.com/2073-4395/11/11/2268 (дата обращения: 02.11.2024). doi: 10.3390/plants1215287.

13. Development of a new micropropagation protocol and transfer of in vitro plants to in vivo conditions for Cascade hop / N. Iacuzzi, F. Salamone, D. Farruggia, et al. // Plants. 2023. Vol. 12. No. 15. Article 2877. URL: https://www.mdpi.com/2223-7747/12/15/2877 (дата обращения: 02.11.2024). doi: 10.3390/plants1215287.

14. Гашенко О. А., Кастрицкая М. С., Кухарчик Н. В. Микроразмножение сортов хмеля в культуре in vitro // Субтропическое и декоративное садоводство. 2019. № 68. С. 111–118. doi: 10.31360/2225-3068-2019-68-111-118.

15. Mafakheri M., Hamidoghli Y. Micropropagation of hop (Humulus lupulus L.) via shoot tip and node culture // Acta Horticulturae. 2019. Vol. 1236. P. 31–36. doi: 10.17660/ActaHortic.2019.1236.5.

16. In vitro leaf-derived organogenesis and somaclonal variant detection in Humulus lupulus L. / C. M. Liberatore, M. Rodolfi, D. Beghe, et al. // In Vitro Cellular & Developmental Biology – Plant. 2020. Vol. 56. No. 6. P. 856–874. doi: 10.1007/s11627-020-10088-7.

17. Hirakawa T., Tanno S. In vitro propagation of Humulus lupulus through the induction of axillary bud development // Plants. 2022. Vol. 11. No. 8. Article 1066. URL: https://www.mdpi.com/2223-7747/11/8/1066 (дата обращения: 02.11.2024). doi: 10.3390/plants11081066.

18. Growth regulators and their reflection on different hop genotypes cultivated under in vitro conditions / R. de-Souzaa, C. R. Adamsa, R. C. de-Meloa, et al. // Brazilian Journal of Biology. 2022. Vol. 82. No. 3. Article e242596. URL: https://www.scielo.br/j/bjb/a/VF4RzknQb3Pg63YkvFdc4tx/?lang=en (дата обращения: 01.11.2024). doi: 10.1590/1519-6984.242596.

19. Efficient in vitro micropropagation and regeneration of Humulus lupulus on low sugar, starch-Gelrite media / I. Smykalova, M. Ortova, H. Lipavska, et al. // Biologia Plantarum. 2001. Vol. 44. No. 1. P. 7–12. doi: 10.1023/A:1017901817063.

20. Hayami N., Yamamoto Y. Primary metabolism and transcriptional regulation in higher plants // Reviews in Agricultural Science. 2021. Vol. 9. P. 117–127. doi: 10.7831/ras.9.0_117.